Van Gieson

Autor: Ruben Gouveia. Ver página autores.
Última edição: Pathologika, 28 de Janeiro de 2018
Citar esta página: Gouveia, R., Histoquímica. Van Gieson – Pathologika. Available at: https://pathologika.com/histoquimica/van-gieson/ [Acedido: data].

Objetivo / Princípio

A coloração Van Gieson é utilizada para corar diferencialmente o colagénio [1-3], sendo constituída por ácido pícrico e fucsina ácida (dois corantes ácidos) [1-6]. Apesar de ser considerada uma coloração primária para o tecido conjuntivo é mais utilizada como contraste da coloração Verhoeff para fibras elásticas, coloração comumente conhecida como Verhoeff – van Gieson (VVG) ou elastic – van Gieson (EVG) [1].

Numa solução fortemente ácida, a fucsina ácida (corante ácido derivado da anilina) cora selectivamente o colagénio, enquanto que o ácido pícrico vai ter duas funções: (1) providenciar o pH ácido necessário à coloração e (2) atuar como corante do músculo e citoplasma [1]. O pH ácido é muito importante, uma vez que, a coloração selectiva do colagénio não ocorre com pH elevado [1].

As principais desvantagens da coloração van Gieson são:

  • Incapacidade de corar as fibras mais jovens de colagénio com o vermelho característico do colagénio maduro [2].
  • Tendência da cor vermelha desvanecer com o tempo, independentemente do meio de montagem utilizado [2]. De forma a evitar que a coloração vermelha desvaneça, pode ser utilizado pounceau S como substituto da fucsina ácida, mas este cora ainda menos as fibras mais jovens de colagénio [2].
Curiosidade
  1. Ao serem utilizadas soluções combinadas de ácido pícrico e fucsina ácida, as pequenas moléculas do ácido pícrico penetram rapidamente em todos os tecidos, mas são apenas firmemente retidas nos tecidos mais densos (eritrócitos e músculo) [3]. Posteriormente, as moléculas maiores de fucsina ácida retiram as moléculas de ácido pícrico das fibras de colágeno. Isto acontece porque as fibras de colagénio têm poros maiores o que permite que as moléculas maiores entrem [3].
  2. A adição de 0.25 mL de ácido hidroclorídrico a 100 mL da solução de van Gieson aumenta a diferenciação entre o colagénio e o músculo [1,5].

Fixação

A coloração apresenta bons resultados com uma grande variedade de fixadores [1,2], particularmente com cloreto de mercúrio[2].

Microtomia

Pode ser feita em cortes de parafina, de congelação ou de celoidina [2]. 

Para processamento em parafina efetuar cortes a 4-5 µm [1].

Controlo de qualidade

Praticamente todos os tecidos têm controlo interno, pelo que não é necessário controlo positivo. No entanto, útero, intestino delgado, apêndice ou trompas de falópio são um bom controlo [1].

Reagentes e soluções

Nota: existem no mercado empresas que comercializam estas soluções já prontas a serem utilizadas, assim como kits de coloração completos.

Apesar de o objetivo ser a demonstração das substâncias argentafins, diversos autores sugerem diferentes modos de preparação dos reagentes:

Notas prévias ao procedimento

  1. Deve ser utilizada hematoxilina férrica, uma vez que as hematoxilinas de alúminio são descoradas com a aplicação dos ácidos subsequentes (nomeadamente o ácido pícrico) [1,2]. Também pode ser utilizado celestine blue como substituto da hematoxilina [2,6], mas este não pode ser utilizado em cortes de celoidina, uma vez que o celestine blue cora a celoidina [2,6].
  2. A solução de hematoxilina de Weigert  pode ser utilizada durante vários dias [1].
  3. É muito importante que a solução de ácido pícrico esteja saturada, porque caso não esteja, o colagénio pode corar desde cor-de-rosa pálido a laranja pálido. Desta forma colagénio, citoplasma e músculo podem ficar todos da mesma cor [1].
  4. Para acentuar a coloração amarela, alguns autores utilizam ácido pícrico alcoólico durante a desidratação [2].
  5. Deve-se evitar lavar as lâminas em água após o van Gieson, uma vez que o equilíbrio das cores pode ser afetado [6].
  6. A coloração nuclear deve ser intensa antes da aplicação do van Gieson, uma vez que o ácido pícrico vai servir de diferenciador da hematoxilina[1,6].

Procedimento técnico

Apesar de o objetivo ser a demonstração das substâncias argentafins, diversos autores sugerem diferentes procedimentos:

Resultados

Núcleos……………………………………. Azul [6] ou preto [1,4,6].

Colagénio……………………………….….Vermelho [4,6].

Músculo, citoplasma, eritrócitos…. Amarelo [1,2,6].

Cartilagem…………………………….……Variável [6].

Fibrina, membranas basais, fibras de reticulina e elastina também coram de amarelo [6].


Referências bibliográficas
  1. Carson, F.L., 1997. Histotechnology: a self-instructional text. 2ª ed., ASCP Press.       
  2. Carleton, H.M., Drury, R.A.B. & Wallington, E.. A., 1976. Carleton’s Histological Technique. 4a., Oxford University Press.   
  3. Bancroft, J.D. & Cook, H.C., 1984. Manual of Histological Techniques. Churchill Livingstone.   
  4. Prophet, E.B. & Armed Forces Institute of Pathology, 1992. Laboratory Methods in Histotechnology. Washington, DC. American Registry of Pathology.
  5. Lillie, R.D., 1965. Histopathologic Technic and Practical Histochemistry. 3ª ed., McGraw-Hill Book Company.
  6. Bancroft, J.D., Gamble, M. & Suvarna, S.K., 2012. Theory and Practice of Histological Techniques. 7a., Elsevier Churchill Livingstone.